Оценка регионального состава смешанных скоплений молоди кеты в Охотском море по результатам генетических исследований

   Представлена генетическая дифференциация кеты Охотоморского бассейна. В качестве генетических маркеров использованы восемь микросателлитных локусов (Ssa20.19, One101, Oke3, Oki1b, Oki23, Ogo2G, Oke11, Ots102). Определены четыре генетически своеобразных региона воспроизводства кеты: Западная Камчатка и северная часть материкового побережья Охотского моря, о. Сахалин, о. Итуруп (Курильские острова), бассейн р. Амур, доля молоди которых была установлена в результате генетической идентификации ее смешанных скоплений в период раннего морского нагула. Разрешающая способность референтной базы находится в пределах 74,9–94,6 %. По результатам генетической идентификации показано, что в северной части Охотского моря преобладает молодь кеты Западной Камчатки и северной части материкового побережья Охотского моря. В центральной зоне района съемки большая часть исследованных особей (54 %) отнесена к Курильским островам. На станциях, расположенных вблизи побережья о. Сахалин, в существенном количестве обнаружена молодь кеты из бассейна р. Амур и о. Сахалин.

1. Афанасьев К.И., Рубцова Г.А., Шитова М.В., Малинина Т.В., Животовский Л.А. 2008. Межрегиональная дифференциация кеты Сахалина и Южных Курил по микросателлитным локусам // Генетика. Т. 44, № 7. С. 956–963.

2. Афанасьев К.И., Рубцова Г.А., Шитова М.В., Малинина Т.В., Ракицкая Т.А., Прохоровская В.Д., Шевляков Е.А., Заварина Л.О., Бачевская Л.Т., Черешнев И.А., Брыков В.А., Ковалев М.Ю., Шевляков В.А., Сидорова С.В., Борзов С.И., Погодин В.П., Федорова Л.К., Животовский Л.А. 2011. Популяционная структура кеты Oncorhynchus keta российского Дальнего Востока, выявленная по микросателлитным маркерам // Биология моря. Т. 37, № 1. С. 39–47.

3. Бугаев А.В., Шпигальская Н.Ю., Зикунова О.В., Фельдман М.Г., Заварина Л.О., Дубынин В.А., Артюхина Н.Б., Шубкин С.В., Ерохин В.Г., Коваль М.В., Коваленко М.Н., Бирюков А.М., Фадеев Е.С., Нагорнов А.А. 2018. Аналитический обзор итогов лососевой путины / Бюл. № 13 изучения тихоокеанских лососей на Дальнем Востоке. С. 14–41.

4. Животовский Л.А., Афанасьев К.И., Рубцова Г.А., Шитова М.В., Малинина Т.В., Ракицкая Т.А., Прохоровская В.Д., Салменкова Е.А., Федорова Л.К., Борзов С.И., Погодин В.П. 2008. О создании базы ДНК-данных для решения проблем воспроизводства, идентификации и сертификации популяций тихоокеанских лососей на примере кеты о. Итуруп // Вопр. рыболовства. Т. 9, № 1 (33). С. 96–109.

5. Животовский Л.А., Рубцова Г.И., Шитова М.В., Шевляков Е.А., Федорова Л.К., Афанасьев К.И. 2010. База микросателлитных ДНК-данных по кете Дальнего Востока России // Реализация Концепции дальневосточной бассейновой программы изучения тихоокеанских лососей. Владивосток: ТИНРО-Центр. Бюл. № 5. С. 53–63.

6. Косицына А.И., Шпигальская Н.Ю., Сергеев А.А., Сошнина В.А., Савенков В.В., Денисенко А.Д., Муравская У.О., Зеленина Д.А. 2022. Генетическая идентификация молоди горбуши Oncorhynchus gorbuscha (Walbaum) Охотоморского бассейна по результатам рестрикционного анализа митохондриальной ДНК и анализа однонуклеотидных полиморфизмов // Исслед. водн. биол. ресурсов Камчатки и сев.-зап. части Тихого океана : Сб. науч. тр. КамчатНИРО. Вып. 66. С. 52–66. doi: 10.15853/2072-8212.2022.66.52-67

7. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. 1984. Молекулярное клонирование. М.: Мир. 479 с.

8. Шитова М.В., Афанасьев К.И., Рубцова Г.А., Малинина Т.В., Сидорова C.В., Животовский Л.А. 2009. Микросателлитная изменчивость заводских популяций кеты (Oncorhynchus keta Walbaum) о. Сахалин // Вопр. рыболовства. Т. 10, № 1. С. 102–115.

9. Шитова М.В., Хохлов Ю.Н., Никифоров А.И., Афанасьев П.К., Орлова С.Ю., Ельников А.Н., Бугаев А.В., Ракицкая Т.А., Прохоровская В.Д., Малинина Т.В., Политов Д.В., Афанасьев К.И., Рубцова Г.А., Животовский Л.А. 2020. Дифференциация северной азиатской кеты (Oncorhynchus keta W.) по микросателлитным маркерам // Генетика. Т. 56, № 6. С. 677–689.

10. Anderson E.C., Waples R.S., Kalinovski S.T. 2007. An improved method for estimating the accuracy of genetic stock identification // Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. Vol. 65 (7). P. 1475–1486.

11. Beacham T.D., Candy J.R., Wallace C., Shigehiko U., Sato S., Varnavskaya N.V., Le K.D., Wetklo M. 2009a. Microsatellite stock identification of chum salmon on a Pacific Rim basis // North American Journal of Fisheries Management. Vol. 29. P. 1757–1776.

12. Beacham T.D., Spilsted B., Le K.D., Wetklo M. 2008. Population structure and stock identification of chum salmon Oncorhynchus keta from British Columbia determined with microsatellite DNA variation // Can. J. Zool. Vol. 86. P. 1002–1014.

13. Beacham T.D., Candy J.R., Le K.D., Wetklo M. 2009b. Population structure of chum salmon (Oncorhynchus keta) across the Pacific Rim, determined from microsatellite analysis // Fishery Bulletin. Vol. 107, № 2. P. 244–260.

14. Botstein D., White R.L. ,Skolnick M.H., Davis R.W. 1980. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms // Am. J. Hum. Genet. Vol. 32. P. 314–331.

15. Chen J.-P., Sun D.-J., Dong Ch.-Zh., Liang В., Wu W.-H., Zhang S.-Y. 2005. Genetic analysis of four wild chum salmon Oncorhynchus keta populations in China based on microsatellite markers // Environmental Biology of Fishes. Vol. 73. P. 181–188.

16. Dib С., Faum S., Fizames C., Samson D., Drouot N., Vignal A., Millasseau P., Marc S., Hazan J., Seboun E., Lathrop M., Gyapay G., Morissette J., Weissenbach J.A. 1996. Сomprehensive genetic map of the human genome based on microsatellites // Nature. Vol. 380. P. 152–154.

17. Felsenstein J. 1989. PHYLIP Phylogeny Inference Package (Version 3.2) // Cladistics. Vol. 5. P. 164–166.

18. Gruber B., Adamack A.T. 2015. Landgenreport: A new R function to simplify landscape genetic analysis using resistance surface layers // Mol. Ecol. Resour. Vol. 15 (5). P. 1172–1178.

19. Lewis P.O., Zaykin D.Yu. 2001. Genetic data analysis: computer program for the analysis of allelic data [Electronic resourse]. URL: http:/lewis.eeb.uconn.lewishome/software.html.

20. Maureen P.S., Serena D., Olive R., Seeb L.W., Seeb J.E., Pascal C.E., Warheit K.I., Templin W. 2015. Chum salmon genetic diversity in the Northeastern Pacific Ocean assessed with single nucleotide polymorphisms (SNPs): Applications to Fishery Management // North American Journal of Fisheries Management. Vol. 35. P. 974–987.

21. Nei M. 1987. Molecular evolutionary genetics. N.Y.: Columbia Univ. Press. 512 p.

22. Peakall R., Smouse P.E. 2006. GenAlEx 6: genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research // Molecular Ecology Notes, 6. P. 288–295.

23. Piry S., Alapetite A., Cornuet J.-M., Paetkau D., Baudouin L., Estoup A. 2004. GeneClass2: A software for genetic assignment and first-generation migrant detection // Journal of Heredity. Vol. 95. P. 536–539.

24. Pritchard J.K., Stefens M., Donnelly P. 2000. Inference of population structure using multilocus genotype data // Genetics. Vol. 155. P. 945–959.

25. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. 1989. Molecular Cloning: A laboratory manual / N. Y. Cold Spring Harbor Lab. Press. 1626 p.

26. Schneider S., Roessli D., Excoffier L. 2000. Arlequin ver. 2.000: A software for population genetics data analysis. Genetics and biometry laboratory. Univ. Geneva. Switzerland.

27. Smith C.T., Seeb L.W. 2008. Number of alleles as a predictor of the relative assignment accuracy of shorttandem-repeat (STR) and single-nucleotidepolymorphism (SNP) baselines for chum salmon // Transactions of the American Fisheries Society. Vol. 137. P. 751–762.

28. Sokal R.R., Rohlf F.G. 1981. Biometry. 2^nd ed. W.H. Freemen & Co., San Francisco. CA. 859 p.